NCI-H1648细胞（人肺癌腺癌细胞系）

NCI-H1648细胞（H1648）是一株来源明确的人非小细胞肺癌（NSCLC）细胞系，组织学类型为肺腺癌（lung adenocarcinoma）。NCI-H1648细胞由美国国立癌症研究所（NCI）相关肺癌细胞系研究体系建立，由 A. Gazdar 博士提交至 ATCC。NCI-H1648细胞取自一名 39 岁男性肺腺癌患者的淋巴结转移灶，兼具肺腺癌及转移性肿瘤模型的研究属性。

NCI-H1648细胞系在 ATCC 中的产品编号为 CRL-5882™，Cellosaurus 收录编号为 CVCL_1482。由于其具有较为明确的遗传背景，并被纳入 CCLE/DepMap、COSMIC、GDSC 等癌症细胞系数据库，可用于结合公共组学数据开展基因功能、信号通路及抗肿瘤药物反应等方面的研究。

NCI-H1648细胞（人肺癌腺癌细胞系）特性特征

• 增殖特点：NCI-H1648细胞属于可持续传代的肿瘤细胞系，公开资料记录倍增时间约 41.9 小时；实际速度受培养条件和细胞状态影响。

• TP53 特征：存在 TP53 早期移码突变，常注释为 p.Leu35Phefs*8，提示 p53 抑癌功能显著受损。

• MET 特征：NCI-H1648细胞具有 MET 基因拷贝数增加及 MET 通路异常/活化背景，可用于 c-MET、ERK/MAPK 和 PI3K/AKT 信号研究。

• 药敏特征：MET 拷贝数增加并不等于对所有 MET 抑制剂敏感；NCI-H1648细胞可维持 ERK、AKT 等下游信号，适合研究 MET-TKI 原发耐药及联合用药策略。

• EGFR 特征：通常为 EGFR 野生型或无经典 EGFR 敏感突变背景，不适合作为典型 EGFR-TKI 敏感阳性对照。

• 其他特征及用途：微卫星稳定（MSS），并有 HLA 分型资料；

• NCI-H1648细胞可用于肺腺癌机制、转移侵袭、TP53 功能缺失、MET 信号、药物筛选、耐药机制及肿瘤免疫共培养研究。

NCI-H1648细胞（人肺癌腺癌细胞系）参数表

NCI-H1648人肺癌腺癌细胞系培养教程

NCI-H1648细胞复苏

• 复苏NCI-H1648细胞前，应提前完成培养体系及操作环境准备：

• 将RPMI-1640完全培养基预热至 37℃。

• 在T25培养瓶中预先加入 4–5 mL完全培养基，并放入培养箱中平衡。

• 准备15 mL无菌离心管，并标记细胞名称、日期及传代数。

• 确认培养箱温度为37℃、CO₂浓度为5%。

• 对生物安全柜进行清洁、消毒。

• 从液氮罐取出NCI-H1648细胞冻存管后，应尽快开始复苏，避免冻存管长时间停留在室温。

NCI-H1648细胞快速解冻

• 从液氮罐中取出冻存管。

• 立即放入 37℃水浴中快速解冻，并轻轻晃动冻存管，使内容物均匀融化。

• 当冻存液中仅剩少量冰晶时立即取出。

• 用 70%–75%乙醇擦拭冻存管外壁。

• 将冻存管带入生物安全柜内继续操作。

• 将冻存管中的细胞悬液缓慢转移至含预温完全培养基的离心管中。

• 快速完成NCI-H1648细胞冻存液的解冻，有利于缩短细胞处于高浓度DMSO及温度变化环境中的时间，降低复苏过程中的细胞损伤。

去除冻存液

• NCI-H1648细胞复苏时，推荐采用离心方式去除DMSO：

• 将冻存管内约1 mL细胞悬液转移至15 mL离心管。

• 缓慢加入 4–6 mL预温完全培养基，轻轻混匀。

• 以约 200–300 ×g离心 3–5 min。

• 小心吸除上清液。

• 加入 4–5 mL新鲜完全培养基，轻柔重悬细胞。

• 将NCI-H1648细胞悬液转移至预先加入完全培养基的T25培养瓶中。

• 轻轻前后、左右晃动培养瓶，使细胞均匀分布。

• 放入37℃、5% CO₂培养箱培养。

• 原培养资料中的1000 rpm属于特定离心机条件。由于不同离心机转子半径不同，同样的rpm对应的实际离心力可能存在差异，因此实验室SOP更建议采用相对离心力（×g）进行记录。

NCI-H1648细胞复苏后的观察

• 复苏后应重点观察细胞贴壁及形态恢复情况。

• 复苏后4–6 h：观察NCI-H1648细胞是否开始贴壁。早期可见少量圆形细胞、漂浮细胞及细胞碎片。

• 复苏后12–24 h：

• 正常情况下，细胞逐渐贴壁并开始铺展，细胞形态逐步恢复。

• 如果培养液明显浑浊、颜色异常变化或出现大量异常颗粒，应及时排查污染。

• 复苏后12–24 h换液：

• 可根据细胞贴壁情况更换一次新鲜完全培养基，以去除残余DMSO、死亡细胞及细胞碎片。

• 换液时应避免液流直接冲击NCI-H1648细胞，以减少刚贴壁细胞的再次脱落。

• 复苏后2–3 d：继续观察细胞是否恢复正常的上皮样贴壁形态及增殖状态。当NCI-H1648细胞状态稳定并达到适宜汇合度后，即可进行首次传代。

NCI-H1648细胞常规培养

• NCI-H1648细胞属于贴壁生长细胞，培养期间建议每天观察：

• 细胞贴壁是否均匀；细胞形态是否正常；细胞汇合度；是否存在大量圆缩、脱落细胞；培养液颜色变化；

• 是否存在细菌、真菌等污染迹象。状态良好的NCI-H1648细胞通常表现为上皮样、多角形或不规则铺展形态，并逐渐形成贴壁细胞层。

• 培养基更换：

• NCI-H1648细胞可根据生长速度及培养液颜色进行换液。

• 一般情况下，可每 2–3 d 更换一次完全培养基。当细胞密度较高、代谢旺盛或培养液颜色明显变黄时，应适当提前换液。

• 换液步骤：

• 将新鲜完全培养基预热至37℃。

• 在显微镜下快速观察并记录NCI-H1648细胞状态。

• 吸除旧培养液。

• 沿培养瓶侧壁缓慢加入新鲜完全培养基。

• T25培养瓶加入约 4–6 mL；

• T75培养瓶加入约 12–15 mL。

• 轻轻晃匀后放回37℃、5% CO₂培养箱。

• 对于刚复苏或刚传代的NCI-H1648细胞，由于细胞贴壁尚不稳定，换液时应尽量减少液体对细胞层的直接冲击。

NCI-H1648细胞传代

• 传代时机

• 当NCI-H1648细胞达到约 70%–85%汇合度时，可进行传代培养。

• 不建议长期培养至完全融合后再传代。细胞过度融合可能改变增殖状态，并对后续药物敏感性、转染以及分子生物学实验产生影响。

• 常规传代比例可根据细胞实际生长速度调整为：1:2–1:5

• NCI-H1648细胞首次传代或复苏后尚未完全恢复时，建议采用相对保守的 1:2 传代；待细胞状态稳定后，再根据实际增殖速度调整传代比例。

• 传代前准备

• 以T25培养瓶为例：无钙、无镁PBS：约 2–3 mL；0.25% Trypsin-EDTA：约 0.5–1 mL；完全培养基：约 4–6 mL；新T25培养瓶

• NCI-H1648细胞传代操作

• 观察细胞：在显微镜下确认细胞：形态正常；无明显污染；贴壁良好；汇合度约70%–85%。

• 第二步：去除旧培养基：吸除培养瓶中的旧培养液。

• 第三步：PBS清洗：

• 加入适量无钙、无镁PBS，使其覆盖细胞层，轻轻晃动培养瓶后吸除。

• 该步骤主要用于去除残留培养基及血清，减少血清对胰蛋白酶消化的影响。

• 第四步：胰酶消化

• 加入0.25% Trypsin-EDTA：

• T25：约 0.5–1 mL

• T75：约 2–3 mL

• 使消化液覆盖细胞层。

• 将培养瓶放入37℃培养箱中消化，通常约 1–3 min。

• 消化过程中应通过显微镜观察NCI-H1648细胞变化。当细胞逐渐变圆、细胞间隙增加，并且轻拍培养瓶侧壁后细胞能够脱落时，应立即终止消化。

• 第五步：终止消化

• 加入含FBS的完全培养基终止胰酶作用。

• T25培养瓶通常加入约 3–5 mL完全培养基。

• 轻轻吹打，使NCI-H1648细胞从培养瓶表面脱离并形成均匀的细胞悬液。

• 避免剧烈及反复吹打，以减少机械性损伤。

• 第六步：离心

• 将细胞悬液转移至离心管。

• 以约 200–300 ×g离心 3–5 min，随后弃去上清液。

• 第七步：重悬及计数

• 加入适量完全培养基，轻柔重悬细胞。

• 如用于定量实验或冻存，可采用血球计数板或自动细胞计数仪检测细胞数量及活率。

• 第八步：接种

• 按照目标细胞密度或传代比例，将NCI-H1648细胞接种到新的培养瓶中。

• 首次传代建议采用：1:2

• 细胞状态稳定后可根据实际增殖情况调整为：1:2–1:5

• 加入新鲜完全培养基至适宜培养体积。

• 第九步：均匀分布

• 将培养瓶轻轻进行前后、左右方向的“十字法”晃动，使NCI-H1648细胞均匀分散于培养瓶底部。

• 随后放入37℃、5% CO₂培养箱继续培养。

NCI-H1648细胞冻存

• 冻存时机

• 建议选择处于对数生长期、形态正常、贴壁良好且无污染的NCI-H1648细胞进行冻存。

• 一般建议在细胞复苏并稳定培养数代后，根据细胞库管理计划建立工作细胞库。

• 冻存前应确认：

• 细胞形态正常；

• 细胞增殖稳定；

• 活率良好；

• 无明显细菌或真菌污染；

• 重要实验建议完成支原体检测。

• NCI-H1648细胞冻存液

• 常用冻存液：

• 90%血清 + 10%DMSO

• 也可按照实验室经过验证的冻存体系进行调整。

• 冻存液建议现用现配。DMSO应采用细胞培养级产品，细胞与冻存液接触后应尽快完成分装和降温。

• 推荐冻存密度

• NCI-H1648细胞可参考：

• 1 × 10⁶–1 × 10⁷ 个活细胞/mL

• 进行冻存。

• 具体密度可根据细胞复苏后的存活率、贴壁能力及实验室冻存体系进行优化。

• 通常每支冻存管分装 1 mL细胞冻存悬液。

• NCI-H1648细胞冻存步骤

• 第一步：收集细胞

• 选择状态良好的NCI-H1648细胞，按照正常传代流程进行：

• 去除培养基；

• PBS清洗；

• Trypsin-EDTA消化；

• 完全培养基终止消化；

• 收集细胞悬液。

• 第二步：离心

• 以约 200–300 ×g离心 3–5 min，弃去上清液。

• 第三步：细胞计数

• 使用血球计数板或自动细胞计数仪测定细胞总数及活率。

• 根据活细胞数量计算冻存液使用量。

• 第四步：加入冻存液

• 将NCI-H1648细胞轻柔重悬于预冷冻存液中，使最终细胞浓度达到约：

• 1 × 10⁶–1 × 10⁷ 个活细胞/mL

• 操作过程中避免剧烈吹打及产生大量气泡。

• 第五步：分装

• 按照 1 mL/管分装至冻存管。

• 冻存管建议标注：

• NCI-H1648；

• 传代数；

• 冻存日期；

• 细胞数量；

• 批次信息；

• 操作者。

• 第六步：程序降温

• 将冻存管放入程序降温盒，以约 −1℃/min的速度进行缓慢降温。

• 随后置于 −80℃冰箱中冻存过夜。

• 第七步：长期保存

• −80℃保存约16–24 h后，将NCI-H1648细胞冻存管转移至液氮中长期保存。

• 同时做好冻存位置记录，便于后续准确查找和使用。

NCI-H1648细胞培养流程概览

• 冻存细胞取出 → 37℃快速解冻 → 乙醇消毒 → 完全培养基稀释 → 离心去除DMSO → 完全培养基重悬 → T25接种 → 37℃、5% CO₂培养 → 12–24 h观察及换液 → 细胞恢复增殖 → 70%–85%汇合度时传代 → 状态稳定后冻存备用

培养过程中的注意事项

• NCI-H1648细胞运输或复苏过程中使用的保护液不建议继续作为常规培养基使用。 细胞复苏后应更换为按照培养条件新鲜配制的完全培养基。

• 复苏及运输过程中，NCI-H1648细胞可能出现部分脱落、圆缩或细胞团形成，应结合整体细胞活力及贴壁状态进行判断。

• 胰酶消化应以细胞实际状态作为终点。NCI-H1648细胞开始明显变圆并容易脱落后，应及时终止消化，避免过度消化。

• 刚复苏或刚传代的NCI-H1648细胞贴壁能力相对较弱，换液和加液时应降低液体冲击。

• 用于药物敏感性、转染、流式细胞术、Western blot、共培养等重要实验时，应优先选择状态稳定、传代数明确且无支原体污染的细胞。

• 建议在NCI-H1648细胞状态良好、低传代时建立冻存细胞库，减少长期连续传代造成的细胞表型变化。

• 对重要实验建议建立完整的细胞质量控制记录，包括细胞来源、批次、传代数、冻存日期、培养基及血清批次、支原体检测结果等。

• 具体培养基配方、消化时间、传代比例和冻存密度属于常用参考条件。不同实验室的培养设备、血清批次及操作体系可能造成培养表现差异，应根据实际NCI-H1648细胞状态进行适当优化。